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Les techniques d’édition précises du génome sont rapidement apparues comme des outils de choix pour améliorer les caractéristiques de plantes cultivées. Le système CRISPR-Cas9 a démontré son efficacité et sa facilité d’utilisation pour créer des cassures d’ADN double brins ciblées dans les génomes. Les cassures d’ADN double brin chez les eucaryotes peuvent être réparées en utilisant deux voies : la jonction d’extrémités par réparation  non homologue, voie majoritaire, ou la recombinaison homologue. Alors que l’édition de gène par recombinaison homologue semble particulièrement attractive pour l’amélioration des plantes cultivées, cette approche reste difficile à maitriser.

Nous avons développé un protocole de sélection basé sur le système CRISPR-Cas9 et la transformation via Agrobacterium tumefaciens permettant l’obtention efficace d’évènements d’édition dans le gène ALS1 de la tomate par recombinaison homologue aboutissant à l’obtention de plantes résistantes au chlorsulfuron sans insertion de transgène. L’efficacité d’édition dans le gène ALS1 a été élevée (12.7 % des explants traités). De plus, notre nouvelle stratégie utilisant la kanamycine pour sélectionner les évènements d’expression transitoire du vecteur binaire pendant la régénération des cellules, nous a permis d’isoler des génotypes édités qui ne contiennent pas de T-D NA avec une efficacité de 4.9%. A notre connaissance, c’est la première fois qu’est décrit l’obtention d’éditions médiées par recombinaison homologue sans insertion de transgène chez la tomate utilisant le système CRISPR-Cas9 délivré via Agrobacterium tumefaciens. Cette stratégie est prometteuse pour l’amélioration génétique de la tomate et l’est probablement encore plus pour des espèces apparentées, comme la pomme de terre, qui sont des espèces à multiplication végétative.